1. 土壤中石油污染物微生态修复原位试验研究
一、试验点的选择
野外试验的场地选择在陕西省延安市安塞县建华寺乡孟新庄延长采油公司杏2采油场，该井场水电畅通，并且有闲置厂房，属于延长石油公司杏子川采油区，距安塞县城30km(图6-9)。
图6-9 安塞杏子川杏2采油场位置图☆为杏2井位置
在试验过程中，水源是必需之物，一方面试验土层中要不断加入水，以便达到试验要求的最低含水量;另一方面测试样品时，需要水来稀释样品、刷洗器皿等。同时，试验中需要测试的土壤样品数庞大，若带回室内测试，不仅费时费工，而且需要运输，增加了试验的错误几率。本次试验进行了52d，试验场地需要长期的严格管理。
杏2井能满足上述条件，试验过程便于管理，省时省力。另外，该井场的采油井正在开采，便于试验原油的获取。
二、试验设计
1.优化菌群制剂的准备
首先将室内培养的菌群进行逐级放大培养，接种量按10%接种培养，降解石油细菌的富集组合培养基:
K2HPO4(1.0g)，KH2PO4(1.0g)，MgSO4·7H2O(0.5g)，NH4NO3(1.0g)，可溶性淀粉(10.0g)，CaCl2(0.02g)，FeCl3(微量)，蔗糖(2g)，石油(1%～5%)，水(1000mL)，pH值(7.0)。121℃灭菌30min备用。
将需放大培养的菌液制剂按比例培养足够量，每次放大培养需要5～8d。最后在要出野外之前将培养好的菌液制剂存放于刷洗干净的25L大塑料桶，根据需要和可能用的量准备了3大桶，共计75L。在出野外前对大桶菌液进行显微镜检测，看菌群的生长及数量是否丰富。
2.实验器材
化学试剂:MgSO4·7H2O，NH4NO3，CaCl2，FeCl3，KH2PO4，K2HPO4，KCl，盐酸、酒石酸钾钠、石油醚、三氯甲烷等均为分析纯。
实验用石油为试验场地下2400m采出的原油。
实验用玻璃器皿等:150mL，250mL具塞三角瓶，125mL，1000mL磨口细口试剂瓶，50mL，25mL比色管50支一套各一套、橡胶塞、25L塑料桶，等等。
主要仪器:QZD-1型电磁振荡器、KQ218超声波清洗器、生物恒温培养箱、高速离心机、高压蒸汽灭菌器、无菌实验室、生化培养箱、摇床培养箱、莱卡生物显微镜、752N紫外可见光栅分光光度计、pHB-3型pH计、DDB-303A型电导率仪、电热干燥箱及各种化学分析用玻璃仪器。
3.测试方法
石油烃含量和NO－3含量采用德方提供的超声波-紫外分光光度法，NH+4含量采用纳氏试剂比色法、pH值直接使用pHB-3型pH计，TDS用DDB-303A型电导率仪测得电导率换算得出。
4.试验小区的整理和基本物理参数的测试
试验前先对试验小区进行平整，将表层腐殖质层挖去，然后将分成8个试验小区:试验1区、试验2区、试验3区、试验4区、试验5区、试验6区、对照区、空白区等。各小区大小为120cm×120cm，各小区相间20cm，试验设计深度0～15cm，最后至50cm，小区由西向东排列，见试验区分布示意图6-10。
各试验区基本数据的采取:先将试验区表层人为填土除去以出露原地层土壤，原土壤岩性为黄土土壤，土中含有少量2～10mm的小砾石或小姜石，土壤湿容重为1.821g/cm3;自然含水量为9.18%;pH值为8.4;硝酸盐含量为55.3mg/kg;铵含量为8.85mg/kg;土壤本底石油含量为1.3～4.6mg/kg。
试验区土层重量的计算:120cm×120cm×15cm×1.82g/cm3=393120g=393.12kg。
5.试验步骤
因在试验阶段未能找到合适的石油污染场地，作为试验研究则选择了人为添加污染源的试验方法。原油的施加方法:将当地杏2井采出的原油脱水后，称取800g，用500mL分析纯石油醚稀释，均匀喷入试验区，每个试验区均加入基本相当的石油量。但每个区的石油含量不一定相同，只是大体差不多，以每区测试数据为准。
将均匀喷入原油的各试验区的试验土层，经多次翻动使加入的石油均匀混入试验层中。而后将各试验区准备好的试验添加材料逐个加入，1号试区的添加剂为粉碎的鲜茅草。2号试区为鸡粪与鸡粪土(各50%)。3号试区为谷糠、黍糠。4号试区为麦麸。5号试区除加原油外，接种菌液制剂和营养液。6号试区与5号试区相同，只不过是与1～4号一样均加盖农用塑料薄膜用于保温、保湿、防雨等。对照区仅加入原油，其他不加。空白区不加任何材料，仅作空白监测。上述试区加入添加剂后继续翻动试验土层使之土层混合均匀。
图6-10 陕西安塞杏子川杏2采油场试验区示意图
将培养好的菌液制剂，按各试区试验土层重的3%接种量接入，混合均匀。配制营养液，营养液的主要成分:MgSO4·7H2O，NH4NO3，CaCl2，FeCl3，KH2PO4，K2HPO4。配制比例以培养基成分配比为基准。
在上述准备好的试验区加入配制好的营养液30L，试验用水为当地浅层地下水，pH值为8.2，TDS含量为420.5mg/L。再加入约5L的地下水，使试验区试验土层含水量大概保持在20%以上(含水量的计算:菌液按3%计为约12kg，营养液30L，5L地下水，原土壤含水量为9.18%，共计含水量约为20.93%)。在试验区覆盖塑料薄膜用于保温、保湿、防雨等。在一定时间间隔取样，取样方法是在各区以梅花状取5个不同点的同一深度土样，而后充分混合后4分法取样测试。取样后翻耕试验区试验层使其暴气充氧，并补充一定水量保证试验土壤含水量在20%左右。对照区加入与试验区相同的石油量，其他不加，作为自然降解。空白区不加任何物质作为监控样品。各区同时取样测试，测试成分为石油量，pH值，土壤易溶盐，含水率，NH+4，NO－3，等等。并同时监测地表及试验土壤温度。试验期完成后分别对各区试验层下部分层取样。
三、试验区试验过程及结果
(一)第1试验区
在上述试验区准备的基础上，按试验区试验层土壤重1.4%的比例混入剁碎长为1～3cm的鲜茅草，作为添加剂。随后将试验区土壤翻耕均匀，按培养基成分比例调控氮、磷、钙、镁、硫、铁等营养元素，用当地地下水控制试验土层含水量在20%左右。在试验区覆盖塑料薄膜用于保温、保湿、防雨等。一定时间间隔取样，取样方法是在该区以梅花状取5个不同点的同一深度(15cm)土样，而后充分混合后4分法取样测试。测试结果见表6-16～6-19，图6-11。
表6-16 试验1区与对照、空白区土壤中石油含量随时间变化测试结果
表6-17 试验1区土壤pH值，含水率(w)与TDS，NH+4，NO－3含量随时间变化测试结果
表6-18 试验后1区下部土壤中石油含量，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随深度变化测试结果石油含量TDS含量NH+含量NO－含
表6-19 试2区土壤中石油含量随时间变化测试结果
注:石油去除率计算以0～7d的平均石油含量为初始浓度(2318.5mg/kg)计算;第3天的数据代表性差略去。
图6-11 试1区土壤中石油随时间的去除率
1.微生态修复土壤中石油的去除率
由表6-16和图6-11可知:通过野外现场实验，得出微生态技术在土壤石油污染修复中是具有一定实效性的。试验区在试验初期0～7d加入的优化菌液并没有发挥作用，也就是说室内优化的菌液应用于野外时，经过了一个适应期或是细菌的延滞期(lag phase)，本试验区适应期在7d左右。而后进入增殖期也是对数期(logarithmic phase)。图6-11显示在试验的第11天即适应期后5d去除率为40%以上，试验至32d时则去除率达80.32%。而对照区土壤的石油含量变化不大(除去两个异常低值基本在10%以内)，说明自然条件下，土壤中石油降解是缓慢的。空白区反映了在没有加任何物质情况下土壤中的石油含量，但在试验后期可能是由于试验区和对照区与空白区相邻又加之降雨和人为取样活动污染了该区，造成含量有所增加。
2.土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量分析
环境的pH值对微生物的生命活动有一定影响，它可引起细胞膜电荷的变化以及微生物体内酶的活性改变，从而影响微生物对营养物质的正常吸收。非正常的pH值使环境中营养物质的可利用性和有害物质的毒性改变。每一种微生物的生存都有一定的pH值范围和最适pH值。大多数细菌的最适pH值为6.5～7.5，放线菌pH值为7.5～8.0，真菌可以在广泛pH值范围内生长发育，如pH值在3以下或9以上仍能生长，而最适是在5～6。由表6-17的pH值监测可知，试1区因加入了一定量的磷酸盐缓冲剂使pH值保持在7.6～8.4之间，大多在8左右，而大部分石油降解菌最适环境为偏碱性。空白区、对照区pH值在8.1～8.9之间，比试验区略高一些。但在此pH值范围内对此次试验影响不大，试1区加入的磷酸盐主要是为微生物的生长增加营养元素。
水在微生物降解石油污染物过程中起着重要作用(媒质和氧源)，因此，要使试验区土壤保证微生物生长繁殖的足够水量，一般保持在20%的含水率左右。在每次取样后加入约4%左右的水，表6-17数据显示试验层土壤含水量保持稳定，这为试验效果提供了基本保证。空白区为天然变化的含水量，对照区因取样后人为地翻耕可起到一定的保水作用，含水量略高于空白区，并没有对土壤石油降解起到明显促进作用。
营养元素是微生物细胞以及微生物体内生物酶的组成元素。微生物细胞的组成主要元素是C，H，O，N，P等，其中C，H来自有机物如石油污染物;氧来自水和空气及其他调控的氧源;而氮和磷及S，K，Ca，Mg，Fe等微量元素作为营养物质需要进行补充和调控。因此，我们对试验区土壤进行了N，P，S，K，Ca，Mg，Fe等元素的补充和调控，并利用当地鲜茅草(剁碎)作为添加剂补充其他生物元素和营养盐。表6-17为各区易溶盐，NH+4，NO－3含量随试验过程的变化，从中可见试验区于8月21日补充了各种营养元素。随试验进行，微生物活动将石油和各类元素利用、降解、转化，土壤中含量逐渐减少。
3.试验过程对下层土壤的影响
从测试结果可见(表6-18)，试验1区下部土层石油含量并没有明显地增加。与对照和空白区对比还有些降低，说明试验层土壤中石油没有向下扩散或是也被降解，氮、磷等易溶盐营养物质有一小部分随水而进入下部土层，该结果为今后修复工作中对含水率和易溶营养的要求和添加方法具有特别重要的指导意义。
(二)第2试验区试验结果
在上述试验准备的基础上，按试2区试验层土壤重4.3%的比例均匀混入鸡粪与鸡粪土各50%，作为添加剂。其他条件同试1区，试验结果见表6-19，图6-12。
图6-12 试2区微生态修复土壤中石油随时间的去除率
1.微生态修复土壤中石油的去除率
通过野外上述实验，试2区在试验初期0～7d加入的优化菌液同试1区一样，也就是说需要有一个适应期，该试验适应期在7d左右。而后进入增殖期，表6-19显示在试验的第11天即适应期后期去除率就达80%以上，此次样品采集因位置不同使样品测试结果略高。但在试验至16d时去除率也达68%以上，当试验至32d时则去除率达84.3%。
2.试验土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量分析
试验区因加入了一定量的磷酸盐缓冲剂使pH值保持在7.3～8.1，而大部分石油降解菌最适环境为偏碱性，基本保证了微生物的正常生长。空白区、对照区pH值在8.1～8.9之间，比试验区高一些，但此pH值范围对试验影响不大。
试验层土壤含水量保持稳定，一般保持在20%左右，在每次取样后加入约4%的水，调控的含水率促进了细菌的降解，基本保证了试验效果。空白区为天然变化的含水率，对照区因每次取样后人为地翻耕可起到一定的保水作用，含水量略高于空白区。
表6-20为各区TDS，NH+4，NO－3含量随试验过程的变化，反映出随试验进程微生物活动将石油和各类元素利用、降解、转化的过程。
表6-20 试2区土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随时间变化测试结果
3.试验过程对下层土壤的影响
表6-21是试验完成后对试2区及对照、空白区下部不同深度进行了石油，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量测试。从测试结果可见试2区试验层的下部土层石油含量并没有明显地增加，与对照和空白区对比相差不多。说明试验层土壤中石油没有向下扩散或是也被降解，从pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量也可看出不同于对照区和空白区，也就是说氮、磷等易溶盐营养物质一部分随水而进入下部土层，但不影响试验结果。
表6-21 试验后各区下部土壤中石油含量，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随深度变化测试结果
(三)第3试验区
在试验区准备的基础上，按试验层土壤重1.4%的比例均匀混入谷糠、黍糠各50%的混合物，作为添加剂。其他条件同试1区，试验结果见表6-22，图6-13。
表6-22 第3试区土壤中石油含量随时间变化测试结果
注:石油去除率计算以0d的石油含量为初始浓度(1886.0mg/kg)计算。
图6-13 试3区微生态修复土壤中石油随时间的去除率
1.微生态修复土壤中石油的去除率
通过野外现场修复试验，可以认识和了解到地质微生态技术，在土壤石油污染原位修复是有效的。试3区在试验初期第3天加入的优化菌液已发挥作用，也就是说室内优化的原位土壤中的细菌应用于试3区时，适应期较短，在试3区适应期为1～2d，而后进入增殖期。试验的第3天即适应期后去除率就达62%以上，但第7天数据出现异常。在试验至11d时去除率为76%以上，当试验至21d时则去除率达80.62%，32d时为77.29%，11d后平均去除率为77.22%。试验结果显示第11天以后细菌进入稳定期，土壤中石油降解率减慢且相对稳定。
2.土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量分析
表6-23 试3区土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随时间变化测试结果
3.试验过程对下层土壤的影响
表6-24是试验完成后对试验各区下部不同深度进行了石油含量，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量测试，从测试结果可见试验区试验层的下部土层石油含量略有增加。与对照和空白区对比增高的量并不是很大，说明试验层土壤中石油向下有部分的扩散。
表6-24 试验后试3区与下部土壤中石油含量，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随深度变化测试结果
(四)第4试验区
在上述试验区准备的基础上，按试验区试验层土壤重2.5%的比例均匀混入麦麸，作为添加剂。其他条件同试1区，试验结果见表6-25。
1.微生态修复土壤中石油的去除率
由表6-25，图6-14可知:试验区在试验初期0～7d加入的优化菌液并没有发挥作用，在试验的第11天即适应期后5d去除率就达70%以上，试验至26d时最大去除率达88.11%，但从去除率看数据有些不太稳定，在69.52%～88.11%之间波动。其原因一是土壤石油含量不均，其次细菌作用、营养成分、添加剂的均匀程度等影响了数据的稳定性。但总的来说效果是显着的，平均去除率可达78.15%。
表6-25 试4区土壤中石油含量随时间变化测试结果
注:石油去除率计算以3d，7d的试验区平均石油含量为初始浓度计算;0d的数据可能取样不均等所至略去。
图6-14 试4区微生态修复土壤中石油随时间的去除率
2.土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量分析
试验区pH值保持在6.6～9.0之间，大多在8以上，造成pH值降为6.6的原因，是添加剂刚刚加入后细菌发酵初期大量产酸造成。随后细菌的生长产碱则使环境变为偏碱性。
试验层土壤含水量基本保持稳定，一般在20%以上。实验对氨氮也进行了调控(表6-26)。
表6-26 试4区土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随时间变化测试结果
3.试验过程对下层土壤的影响
从表6-27可见试验区试验层的下部土层石油含量增加很少，与对照和空白区对比只是浅层略高，说明试验层土壤中石油没有向下扩散或是也被降解。从pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量也可看出有别于对照区和空白区，也就是说氮、磷等易溶盐营养物质有一小部分随水而进入下部土层。
表6-27 试验后试4区下部土壤中石油含量，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随深度变化测试结果
(五)第5试验区
在试验区准备的基础上，将放大培养的菌液按试5区试验层重量的3%均匀接入试验区，随后按培养基成分比例调控氮、磷、钙、镁、硫、铁等营养液均匀加入，用当地地下水调控试验土层含水量在20%左右。在一定时间间隔取样，测试结果见表6-28、图6-15。
表6-28 试5区土壤中石油含量随时间变化测试结果
注:石油去除率计算以0d，7d的试验区平均石油含量为初始浓度计算;3d的数据可能取样不均等所至略去。
1.微生态修复土壤中石油的去除率
试5区的试验初期0～7d加入的优化菌液也没有发挥作用，也需要有一个适应期，该适应期也在7d左右，而后进入增殖期。在试验的第11天即适应期后5d去除率就达84.6%以上，试验至26d时最大去除率达88.99%，但从去除率看数据有些不太稳定，在64.84%～88.99%之间不等。该试验区未加添加剂，也未覆盖塑料薄膜，但去除效果仍较好，且平均去除率可达82.51%，说明调控措施也可行。
图6-15 试5区微生态修复土壤中石油随时间的去除率
2.土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量分析
试5区pH值保持在7.7～8.5之间，大多在8以上，造成pH值降为7.7的原因，是刚刚添加磷酸盐类使其产生缓冲效果造成土壤pH值趋于中性。随后细菌的生长产碱和环境的作用则使环境变为偏碱性。水和氨氮含量调控稳定(表6-29)。
表6-29 试5区土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随时间变化测试结果
3.试验过程对下层土壤的影响
从表6-30可见试5区试验层的下部土层石油含量有所增加但较少，与对照和空白区对比高，说明试验层土壤中石油向下有些扩散。从pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量也可看出有别于对照区和空白区，也就是说氮、磷等易溶盐营养物质也有一小部分随水而进入下部土层，就其原因是该区在整个试验过程中未加盖塑料薄膜，中间几次降水量较大使污染物及营养物质向下运移。
(六)第6试验小区试验结果
在试验区准备的基础上，培养的菌液按试6区试验层土重的3%均匀接入试6区，随后按培养基成分比例调控氮、磷、钙、镁、硫、铁等营养液均匀加入，用当地地下水调控试验土层含水量在20%左右。在试验区覆盖塑料薄膜用于保温、保湿、防雨等，在一定时间间隔取样，样品测试结果见表6-31，图6-16。
表6-30 试验后试5区下部土壤中石油含量，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随深度变化测试结果
1.微生态修复土壤中石油的去除率
试6区适应期也在7d左右，试验初期0～7d加入的优化菌液也是没有发挥作用。而后进入增殖期。在试验的第11天即适应期后5d去除率为90%以上，试验至32d时则去除率达81.88%，平均去除率为87.21%。
表6-31 试6区土壤中石油含量随时间变化测试结果
注:石油去除率计算以0d，7d的试验区平均石油含量为初始浓度计算;3d的数据可能取样不均等所至略去。
图6-16 试6区微生态修复土壤中石油随时间的去除率
2.土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量分析
由表6-32的pH值监测可知，试6区pH值保持在7.6～8.4之间，大多在8以上，造成pH值降为7.6的原因，也是在刚添加磷酸盐类后使其产生缓冲效果造成土壤pH值趋于中性。随后细菌的生长产碱和环境的作用则使环境变为偏碱性。
表6-32 试6区土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随时间变化测试结果
3.试验过程对下层土壤的影响
从测试结果可见(表6-33)试6区试验层的下部土层石油含量有所增加但较少，与试5区相比也少一些，因该试区做了覆盖塑料薄膜，减少了降水的影响，未加添加物也是原因之一。与对照和空白区相比高一些，说明试验层土壤中石油向下有些扩散。
表6-33 试验后试6区下部土壤中石油含量，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随深度变化测试结果
(七)对照区、空白区试验结果
在试验区准备的基础上，对照区只加原油，不加任何其他试验材料，而后翻耕多次使之混合均匀。空白区不加任何其他试验材料也不翻动。该两区与其他试区同时在一定时间间隔取样，取样方法与试验区相同:以梅花状取5个不同点的同一深度土样(15cm)，而后充分混合后4分法取样测试。测试成分为石油含量，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量等。试验期完成后分别对各区试验层下部分层取样。取样结果见表6-34～6-36。
表6-34 对照区土壤中石油含量随时间变化测试结果单位:mg·kg－1
表6-35 对照、空白区土壤pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随时间变化测试结果
表6-36 试验后对照、空白区下部土壤中石油含量，pH值，含水率(w)，TDS，NH+4，NO－3含量随深度变化测试结果
通过野外原位试验得出在试验期内，对照区土壤的石油含量变化不大，除去两个异常低值(基本在10%左右，最大为13.3%)。显示出在自然条件下短时间内土壤中石油降解是缓慢的，16d，21d的测试数据可能土壤中含量不均所致，也反映了土壤物质成分的不均一性和复杂性。空白区反映了在没有加任何物质情况下土壤中的石油含量，但在试验后期因试验区和对照区与空白区相邻又加之降雨和人为取样污染了该区，造成含量有所增加。其他成分的变化基本是在天然条件下随降水的变化而变的。
四、试验讨论与结论
1.土壤中石油的去除率
从表6-37可见，大部分试验区在试验初期0～7d加入的优化菌液并没有发挥作用，也就是说室内优化的菌液应用于野外时，需要有一个适应期或是细菌的延滞期(lagphase)，本次试验大部分试区的适应期基本在7d左右。而后进入增殖期也是对数期(logarithmic phase)，表6-37显示在试验的第11天即适应期后去除率就达40%以上。只有试3区的试验有点区别，该区细菌的适应期较短，为3～4d。从整个试验过程和测试结果看，试验效果显着，但有些数据因采样位置和土壤不均匀性使测试结果偏低或偏高。但在试验至16d时去除率也达68%以上，当然每个试区因试验条件不同结果有些差别。总体来看，每个试区最大去除率均在80%以上。而对照区土壤中的石油含量变化不大，除去两个异常低值基本在10%左右，表明在自然条件下短时间内土壤中石油降解是缓慢的，16、21d的测试数据可能显示土壤中含量不均所致，也反映了土壤物质成分的不均一性和复杂性。空白区反映了在没有加任何物质情况下土壤中的石油含量，但在试验后期因试验区和对照区与空白区相邻又加之降雨和人为取样污染了该区，造成含量有所增加。
表6-37 杏子川油田杏2采油井场原位微生态修复土壤中石油随时间的降解率单位:%
2.微生态修复技术的控制因素
微生态修复技术是充分优化利用原位微生物菌群辅以物理和化学方法并与地质环境相结合的，以微观效应改变宏观环境的原位修复技术。应用该技术的关键是微生物和地质环境的相互结合、相互依存、相互作用和调控。调控因素主要有温度、水、氧气、营养元素、地质环境的改善等，用于促进元素的转化，降解有毒、有害物质，在原位对环境污染的治理与修复。
(1)土壤温度的调控
温度是影响微生物生长与存活的重要因素之一，微生物的活动强度、生化作用都与此相关。试验区优化的微生物菌群大多为中温微生物(13～45℃)，25～38℃为最适生长温度。通过监测试验阶段地表的最高和最低温度显示，空白区是地表的自然最高和最低温度，该地区地表最高温度在8月下旬至9月上旬大多为25℃以上，但最低温度均小于20℃，昼夜温差大。如何调控温度，是试验效果好坏的关键。因此，我们在试验区用农用塑料薄膜进行保温，进入9月后因气温明显下降夜晚再用草帘覆盖。从调控效果看试验区土壤在试验层15cm深，温度明显增加，比空白区增高5～8℃以上，尤其是在9月上旬以前增温保温效果显着。但随着温度的下降土壤中石油的去除率也在降低。通过此次试验及温度的监测，我们也可得出在该地区开展微生态修复技术的最佳温度时期应在每年的6月下旬至9月上旬，通过调控可使土壤温度保持在25℃以上，能保证微生物细菌的活力和繁殖力。
(2)土壤中氧的调控
氧的供应成为微生物细菌降解有机物过程的重要调控因子之一。本次试验主要从4个方面对土壤氧的供给进行了调控，首先是充分翻耕试验土壤层并且在每次取样后均要翻耕试验层，使其充分与大气混合。其次是保证试验土壤具有一定的含水量，使含水量保持在20%左右，获得水中提供的氧。另外是部分试验区利用添加物，如鲜草、鸡粪、谷糠、麦麸等，该类添加剂不仅廉价易取，并能为土壤补充营养素，而且对试验层土壤进行了改良，增大了蓬松性和通透性，使空气中的氧容易进入。加入的含氧营养物质K2HPO4，KH2PO4，MgSO4·7H2O，NH4NO3，NO－3等不仅增加氮、磷、镁等，也是氧的来源之一。上述调控措施为微生物降解土壤中的石油提供了充分的氧源，保证了微生物细菌在降解土壤中石油所需要的氧气。
3.野外原位修复试验结论
从整个试验过程和方法上可得出如下主要结论:
1)通过对陕北杏子川黄土区石油开采所造成石油污染土壤，原位微生态修复方法的试验研究，利用优化原位微生物菌群辅以物理和化学方法与地质环境相结合的微生态技术，进行了试验区土壤温度、水、氧气、营养元素、地质环境因素等的调控，对土壤中石油的降解与修复试验，试验结果显示，土壤中平均石油含量在2000mg/kg以上，经过11～32d原位微生态修复技术的修复，土壤中石油含量去除率可达40%～80%以上，验证了地质微生态修复技术在杏子川黄土区土壤石油污染修复的有效性、科学性、生态性，探索了推广应用的可行性。
2)得出在该地区利用微生态修复技术的最佳温度季节应在每年的6月下旬至9月上旬，通过调控可使土壤温度保持在25℃以上，能保证微生物细菌的活力和繁殖力温度需要。
3)验证了本次试验调控添加的营养元素和对土壤环境的改善是比较适度的，方法是可行的。
该试验过程验证了原位微生态修复技术在野外原位土壤石油污染修复试验效果是显着的，方法也是可行的，具有处理方法简单、费用低、修复效果好、对环境影响小、无二次污染、可原位治理等优点。虽然是试验研究，用于野外大面积修复还有待完善，但通过不断努力是可以实现的。它不仅可以在原位有效地修复土壤、包气带和阻控地下水的石油污染，而且还可以增加土壤的肥力，改善土壤环境，尚无负面作用，对修复污染的土壤和农作物增产都具有重要意义，也是从根本上修复和治理土壤石油大面积污染的有效方法之一，具有一定的推广应用作用。
2. 基础培养基的ph值在哪个范围
培养基是用人工方法配制而成的，专供微生物生长繁殖的混合营养物制品。
培养基的 pH一般为7.2～7.6，少数的细菌 按生长要求调整PH使其偏酸或偏碱。经灭菌后备用。
3. 油田区环境微生态效应及优势菌种的选择
一、油田区的地质环境微生态效应
(一)石油开采对地质环境的影响
由于石油的开采和落地原油改变了原有地质环境中的生态系统，造成了非天然条件下生态系统中的生物演化与演替的较大波动。这些微生物的演替过程，即是石油污染产生各种微生物作用与地球化学作用的过程。特别是在水的参与下，微生物一方面可以对某些石油中有毒有害的物质进行分解和降解，但另一方面由于其分解得不彻底，易解析出或化合成对人类有害的甚至是有毒的物质，它们一旦逸出或随水渗入地下或流入地表水体，均会对环境造成污染，对人类产生危害。
在石油的分解过程中，某些物质呈分子状态被分离出来，或又产生了新的化合物，特别是在微生物地球化学作用下，使石油污染物周边的介质环境和地质环境发生变化，如pH值和Eh值、土壤性质，随污染物质的变化而改变，温度也随分解和化合中能量形式的转换而上升。这些地质环境的变化，反过来又影响着各种作用的方向和进程，尤其是微生物的演替。因此，在落地原油及其周围地质环境中，物质成分和微生物地球化学作用是非常复杂而又不断地变化着，直至在该环境所限定的条件下，经过长期作用，而达到新的平衡。水是石油分解演化中不可缺少的物质，也是一切生命物质的主要组成部分。影响油田区的主要水体是大气降水和浅层地下水，它们一同作为环境中的物质循环载体，一方面对石油污染物在微生物细菌作用下进行降解;另一方面又对地质环境造成污染并使其迁移扩散。由于微生物细菌的微小并可随水的运移而迁移，在其迁移过程中通过其生命的代谢活动参与各种生物化学反应，在一定条件下，微生物代谢活动可以催化石油有机物的分解，从而能促进污染质形成小分子络合物而迁移进入地下水。另一方面在微生物作用下，可使许多有机物得到转化和降解。
土壤包气带土体是微生物细菌生活的大本营，也是污染物质进入环境的一个重要媒介和载体。许多污染物质在进入土壤包气带土体后被其以物理机械吸附、胶体物理化学吸附、化学沉淀等方式作用截留，使其在土体中含量不断积累。虽然土体中的大量微生物可以转化和降解许多的污染物质，但受自然地理条件和营养物质等环境因素的影响，以及石油开采仍有不断的落地原油等污染物质，进入包气带及地下水中，使其石油污染物的量在不断增加，这就造成污染范围的不断扩大，因此，石油开采区落地石油对环境的污染成为影响生态环境的主要因素。对调查区的地质环境和水环境要素的调查与现场测试表明，石油类污染物一般为褐黑色，大多为黑色。
调查区中地表水体:pH值为7.43～9.1，90%以上的取样点大于8。Eh值在－338～101mV之间，一般较低。TDS含量为336～3990mg/L。溶解氧(DO)大多含量较低，为0.8～8.2mg/L(表6-1)。
表6-1 研究区地表水中pH值，Eh，DO，TDS及温度现场测试结果
地下水体中pH值为7.3～8.4，多为8以下近于中性。Eh值在23～134mV之间，为弱氧化环境。TDS含量为236～4980mg/L，大部分小于1000mg/L。溶解氧(DO)含量为1.6～8.2mg/L，大多含量为5mg/L左右(表6-2)。
油层水:pH值为7.0～7.5;Eh值在－109～－132mV之间;TDS含量为159000～292000mg/L，溶解氧(DO)含量较低，为1.6～4.1mg/L(表6-3)。
根据上述情况，地表水主要受采油和炼油污水的影响而定，如污水大量排入水质则差，否则水质好一些。地下水的情况较为复杂，受其各种条件的控制，有些地段污染较重，水质变化较大，有些地段较好尚未受到污染，但从pH值、Eh值和溶解氧(DO)来看，均是微生物细菌生长的良好环境，适宜多种微生物细菌的生长和繁衍。油层水含盐量大于盐卤水，不适宜一般细菌的生长，仅有一些古细菌和极端细菌生长。
表6-2 研究区地下水中pH值，Eh，DO，TDS及温度现场测试结果
表6-3 安塞油区油层水中pH值，Eh，DO，TDS及温度现场测试结果
(二)油田区地质环境中嗜油微生物细菌(以油为碳源培养的细菌)的分布状况分析
2006年4月我们对油田区周边的不同类型的不同位置不同地点采集了27组各类水样和37组土样进行了微生物细菌可利用石油类为营养碳源的培养测试，具体选择了能够反映石油影响环境的以石油、液体石蜡为营养碳源培养的微生物细菌。
1.石油对水体环境污染影响中的嗜油微生物细菌分布状况
从表6-4中可以看出，地下水中，以石油为营养碳源的细菌数，含量较低，一般细菌数在n～n×10个/mL，反映了大部地区地下水受石油污染影响较小，但在石油污染影响大的局部地区如琵琶寨、谷家滩则略高一些。
地下水也同样随石油污染程度、包气带厚度和岩性的不同，嗜油微生物细菌的含量也不同，一般距离石油污染越重包气带岩性较粗渗透性好，则受污染较重嗜油菌应较多。如果按饮用水标准看，采油场周围许多浅层地下水中的石油含量均已超标不能饮用，仅从细菌指标来分析，结合其他水质分析，可能污染的程度会更大一些，应引起人们的高度关注。
表6-4 地下水中嗜油菌(以油为营养碳源培养的细菌)培养与计数结果
地表水河流主要受石油开采排污和地段以及降水的影响，河水一般视其排污混合的比例不同含量有所变化，大部分样品是在河水的稀释作用下石油营养细菌的含量也不是很高，但总的来说河流中下游比地下水高些，细菌群在n×10个/L。从地表水采集样品来看，随着距离不同而污染程度不同，河流的上游如无石油开采则水质相对较好，或在雨季降水量较大也都能对地表水污染起到稀释的作用(表6-5)。
表6-5 地表水中嗜油菌(以油为营养碳源培养的细菌)培养与计数结果
地下油层水石油营养菌数很少，一般在n个/mL，原因是油层水中含有高浓度的盐，盐含量高达数十g/L，抑制了一般性微生物细菌的生长(表6-6)。
比较表6-4～6-6培养的石油营养细菌来看，基本反映了石油污染对水环境的影响，尤其是对地表水系石油污染影响较大。
表6-6 油层水中嗜油菌(以油为营养碳源培养的细菌)培养与计数结果
2.石油对土壤环境影响中的嗜油微生物细菌分布状况
从表6-7不同地区的不同位置深度采集土壤样的石油营养微生物细菌培养测定结果看出，表层土的细菌群数量较大，随深度的加大则减少，但由于总的取样深度不大，有些细菌变化不大，这与土体中石油含量、土壤颗粒大小、氧化还原环境、pH值、温度等有关。石油营养细菌数，在0.25m以浅数量较大，从0.25～1.0m随深度加大数量在减小。
表6-7 土壤中嗜油菌(以油为营养碳源培养的细菌)培养与计数结果
土壤的石油污染程度不同也影响微生物细菌的种类和数量，高浓度石油污染物破坏了土壤的理化性质及通透性，改变了微生物的生存环境，对微生物的生长繁殖有毒害作用，因此，微生物种类数少。而石油污染程度较轻的土样，由于土壤中低浓度的石油污染物为微生物生长提供了碳源，促进微生物的生长繁殖。然而，从这些微生物细菌在土壤包气带中的菌类数量变化，也可得出环境条件的改变对微生物分布及活动的影响，当然不仅是随深度或距离的变化而变，而是随某些特定的地层环境而变化，这些变化也有助于包气带土体对污染物质的阻控与净化。我们也可以利用包气带土体的某些特征层位对石油污染物质加以阻控和修复。这就为我们修复污染土壤提供了一个信息，利用土着微生物修复油污土壤。
对比表6-4～6-7可以看出，土壤中石油营养菌数较地下水、地表水含量大得多，要高出几个数量级，其数量在n×103～n×107个/g之间。石油污染源的边缘地带土壤包气带中，细菌数量随距离和深度变化而发生变化。这也反映了土壤包气带土体对石油污染的阻滞净化作用较明显。
总之，从石油开采地区环境中的微生物细菌的调查研究，可以得出，石油的开采已经对其周边的环境造成了不同程度的污染。但污染程度和范围尚不是很大，究其原因一是大部分开采区近几年开始的清洁生产和人们环保意识的增强，加大投入主动治理环境，使开采区环境有较大的改变;二是包气带和土体均有一定的环境容量，对石油污染物质有一定物理和地球化学的吸附、过滤、氧化分解及化合、螯合等作用;三是在微生物细菌的作用下，使部分石油污染物质降解转化，等等。
二、石油降解菌的筛选和鉴定
本试验从调查区石油污染土壤中筛选出一系列石油降解菌群，通过初步石油降解实验验证后，将优势混合菌群投加到原污染土壤中，进行不同条件下微生物强化降解石油污染土壤的试验，其效果以土壤中石油去除率来验证。
(一)石油降解菌的筛选
将从调查区取得各类石油污染样品，用选择性培养基进行微生物培养并进行计数，确定不同环境中石油降解菌的种类和数量，一方面了解石油对环境污染的生态效应;另一方面从中筛选优势石油降解菌用于放大培养修复试验用菌群。
从调查区石油污染土壤中分离到的各类优势微生物均具有嗜油性，也就是其具有降解石油烃的能力，添加这些优势菌群，就可以提高微生物处理石油污染土壤的效果。
石油污染菌种菌群的分离与优化是用细菌的选择性培养基和富集培养基，对试验场石油污染土壤的样品进行菌种、菌群的培养分离，选择优化出试验用降解土壤中石油污染物的菌种、菌群。本次试验选择优化出的细菌初步鉴定主要为假单胞菌属、微球菌属、放线菌属、真菌类(毛霉、青霉、曲霉)等菌群。
(1)菌种筛选及优势菌群的构建
取石油开采区污染地下水10mL或土壤10g，加入100mL蒸馏水和1mL原油，30℃摇床培养5～7d，摇床转速100r/min。5d后接种到以石油或液体石蜡为唯一碳源的选择培养基平板，挑选生长良好的菌株在培养基平板上分离、纯化，获得石油降解菌。细菌、放线菌和真菌分别用不同的选择性培养基进行培养，并用石油为碳源进行筛选。将筛选得到的细菌、放线菌、真菌进行初步石油降解实验，即在无机盐培养基中加入1%的原油，再接种1%的培养24h后的菌悬液，摇床培养。5d后取出，用三氯甲烷萃取进行分析，从分析结果判断菌群对石油的降解情况，从而构建出优势降解菌群。
(2)降解石油细菌、放线菌、真菌的培养基成分
·1号石油碳源的培养基
固体培养基:K2HPO4(1.0g)，KH2PO4(1.0g)，MgSO4·7H2O(0.5g)，NH4NO3(1.0g)，CaCl2(0.02g)，FeCl3(微量)，琼脂(12～20g)，石油(1%～5%)，水(1000mL)，pH(7.0)。121℃灭菌30min备用。
液体培养基:K2HPO4(1.0g)，KH2PO4(1.0g)，MgSO4·7H2O(0.5g)，NH4NO3(1.0g)，CaCl2(0.02g)，FeCl3(微量)，石油(1%～5%)，水(1000mL)，pH(7.0)。121℃灭菌30min备用。
·2号液体石蜡碳源的培养基
固体培养基:K2HPO4(1.0g)，KH2PO4(1.0g)，MgSO4·7H2O(0.5g)，NH4NO3(1.0g)，CaCl2(0.02g)，FeCl3(微量)，琼脂(12～20g)，液体石蜡(1%～5%)，水(1000mL)，pH(7.0)。121℃灭菌30min备用。
液体培养基:K2HPO4(1.0g)，KH2PO4(1.0g)，MgSO4·7H2O(0.5g)，NH4NO3(1.0g)，CaCl2(0.02g)，FeCl3(微量)，液体石蜡(1%～5%)，水(1000mL)，pH(7.0)。121℃灭菌30min备用。
·3号土壤放线菌培养基
(NH4)2SO4(2.0g)，CaCO3(3.0g)，K2HPO4(1.0g)，MgSO4·7H2O(1.0g)，NaCl(1.0g)，可溶性淀粉(10.0g)，琼脂(18g)(液体培养不加)，水(1000mL)，pH(7.0)。121℃灭菌30min备用。
·4号土壤真菌培养基
取去皮的马铃薯块200g，加水1000mL，煮沸20min左右，用砂布棉花过滤，滤液加水至1000mL，加0.2%的蔗糖，1.5%的琼脂，pH自然。121℃灭菌30min备用。临用时在培养皿中加入无菌的25%的乳酸2滴。
本项实验选择了调查区大部分水样、土样所培养的嗜油微生物细菌和培养的放线菌、真菌类进行了强化、驯化、组合优化实验多达60余组次，进行了大量的实验。
(二)菌群的鉴定
选择的是被石油污染的研究区原位的土壤样品，而后从这些样品中分离、优化、组合，强化这些土着微生物细菌的降解石油污染的能力。根据中国科学院微生物研究所东秀珠等编着的《常见细菌系统鉴定手册》，对选择的降解石油污染的优势菌群进行了初步鉴定主要是:假单胞杆菌属(Pseudomonas)、微球菌属(Micrococcus)、放线菌属(Actino-mycetes)、真菌(fungus)类的霉菌(mold)青霉属(Penicillium)、毛霉菌属(Mucor)、曲霉属(Aspergillus)等菌群。
4. 培养细菌时需将培养基的ph值调到什么状态
不同的培养基所需要达到的PH值是不同的,应该按照不同的培养基的要求来调节PH,比如培养乳酸菌的MRS培养基为酸性6.2,而嗜盐菌选择性琼脂则为8.7,培养霉菌用的培养基因为霉菌对ph要求不高,甚至调都不用调.
所以你的问题是没有固定答案的,只是说多数培养基的最终ph在7.0-7.8之间,培养基的配方上应该给出最终的PH值,按照配方来调节就可以了,稍微有些偏差没有影响.
5. 培养基的PH值
培养基的酸碱度应符合细菌生长要求。按各种培养基要求准确测定调节ph值。多数细菌生长的适宜ph值为7.2～7.6，呈弱碱性。
6. 培养基常用的ph值是
培养基常用的ph值是7.2至7.4。培养基的pH必须控制在一定的范围内，以满足不同类型微生物的生长繁殖或产生代谢产物，各类微生物生长繁殖或产生代谢产物的最适pH条件各不相同，细菌与放线菌适于在pH7-7.5范围内生长，酵母菌和霉菌在pH4.5-6范围内生长。